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SLAM-seq RNA合成测序

产品介绍 结果展示 案例分享

技术简介

SLAM‑seq（thiol‑linked alkylation for the metabolic sequencing of RNA）是基于4‑硫尿苷 (s⁴U) 代谢标记‑巯基化学衍生的 RNA 代谢动力学测序技术，可在总 RNA 背景下通过 T>C 碱基转换，直接区分新合成的新生 RNA 与已存在的旧 RNA。它能够解析 RNA 转录生成、周转降解的动态过程，既可以短时间标记捕获新生转录本，也可通过脉冲‑追逐实验定量全转录组 mRNA 半衰期，是研究转录输出、转录后调控、RNA 稳定性的强大工具。


实验原理及流程

SLAM‑seq原理是：向活细胞内加入 4‑硫尿苷（s⁴U），新合成 RNA 会在转录过程中掺入 s⁴U；后续对总 RNA 进行碘乙酰胺（IAA）巯基烷基化化学反应，被修饰的 s⁴U 在逆转录时会特异性产生T>C 碱基转换。无需亲和富集，直接通过测序比对识别 T>C 转换位点，即可在总 RNA 中区分s⁴U 标记的新生 RNA与未被标记的旧 RNA。

1.活细胞代谢标记：向活细胞培养基加入无毒浓度的 4‑硫尿苷（s⁴U），根据实验目的设置标记方案，短时间脉冲标记捕获新生 RNA，标记时间通过预实验确定（一般30min—2h）。

2.总 RNA 提取：收集细胞样本，提取完整总 RNA，保留全部新生 RNA 与原有旧 RNA，无需分离细胞核。

3.巯基烷基化化学反应：使用碘乙酰胺（IAA）处理总 RNA，对 RNA 链上掺入的 s⁴U 进行羧酰胺甲基化修饰；终止反应后纯化 RNA，该修饰是产生 T>C 碱基转换的化学基础。

4.RNA 前处理：去除 rRNA，可结合 Quant‑seq 3' 端 mRNA 测序方案，无需 mRNA 片段化，也可根据测序策略做片段化处理。

5.文库构建：对处理后的 RNA 进行接头连接、逆转录、PCR 扩增，构建链特异性高通量测序文库；逆转录阶段，烷基化修饰后的 s⁴U 会诱导发生 T>C 碱基转换。

6.高通量测序：完成文库质控后上机测序，获取包含 T>C 转换信息的转录组测序数据。

7.数据分析：使用 SLAM‑DUNK 等专用分析软件将测序 reads 比对到参考基因组，扣除测序本底突变，识别真实 T>C 转换位点；区分新生 RNA 与旧 RNA，开展转录输出定量、基因表达动态、可变剪接等下游分析。

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分析内容

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1、转录活性分析：基于 T‑to‑C 突变特征区分新生 RNA 与稳态 RNA，定量基因水平新生转录本丰度，评估不同样本 / 处理组的即时转录应答，筛选转录上调或下调基因，开展差异新生 RNA 分析、功能富集与通路分析。

2、转录合成速率分析：基于多时间点 T‑to‑C 突变特征，统计各个时间点标记新生 RNA 的占比，对转录本 T‑C 转换合成信号拟合，计算每个基因 mRNA 合成速率；依据合成速率将转录本划分为不同类别，开展组间 mRNA 合成差异分析，对合成速度发生改变的基因进行功能富集与通路分析。


主要应用方向

1. 区分直接和间接转录响应：SLAM-seq 可直接检测正在发生的新生转录，适合用于观察处理后早期基因转录变化。相比普通 RNA-seq，SLAM-seq 更能区分基因是否被立即转录激活/抑制。

2. 基因合成速率分析：SLAM-seq 可分析多个连续时间点基因合成的变化，拟合基因合成曲线，解析药物、胁迫、基因扰动条件下，基因表达转录合成改变，揭示细胞如何通过 “转录‑降解” 协同重塑转录组。


技术优势

1. 去除旧稳态 RNA 干扰，识别直接转录效应

普通 RNA-seq 反映的是 RNA 合成、加工和降解后的稳态结果，容易受到 RNA 稳定性变化、转录后调控和继发效应影响。SLAM-seq 同时检测新生转录和旧转录，更适合捕捉药物、刺激或基因扰动后的原发转录响应，帮助区分直接转录效应与间接表达变化。


2. 精准定量基因转录合成速率，解析RNA动态周转

常规测序技术无法区分基因表达变化是转录合成改变还是RNA降解调控导致，无法量化转录动态水平。SLAM-seq 基于4sU标记的新生RNA特异性突变信号，可精准拟合计算单个基因的RNA合成速率与降解速率，独立拆解转录合成与RNA周转的双重调控，精准量化基因转录活性的动态变化，实现真正的转录动力学定量研究。


3. 高效区分直接靶基因与间接继发调控基因

转录扰动、药物处理或转录因子干预后，细胞会产生多级级联的间接表达变化，常规RNA-seq难以甄别原发靶基因。SLAM-seq 通过特异性捕获短时间窗口内的新生转录本，仅捕捉扰动后的即时转录应答，可高效剔除下游继发调控、RNA稳定性改变带来的干扰，精准筛选核心直接靶基因，大幅提升靶点筛选的准确性与特异性。


4. SLAM-seq流程简单、成本低

SLAM-seq操作流程较GRO-seq、PRO-seq、CB RNA-seq等传统新生转录组技术更简单温和，无需细胞核提取、体外延伸、免疫富集等复杂操作，实验步骤更少、操作门槛更低。同时所需试剂成本更低、样本损耗小，且无需特殊实验平台，常规测序体系即可完成，大幅降低了新生转录动力学研究的实验成本与技术门槛，适配大规模样本批量分析。


深碳优势

1. 实验流程自主研发，特殊提核方式有效捕获新生RNA。

2. 不限物种及组织类型，非模式物种执行经验丰富，已开展包括人，鼠，猴子、牛、拟南芥、小麦、芒果、油松、鱼、虾、贝等十余种动植物项目。

3. 分析体系完善，包含基因活性、调控元件、转录动力学以及三元调控网络，提供全面的分析结果与多组学联合应用分析。

4. 文章级全流程服务，包括一对一方案谈论及制定、检测数据解读、个性化分析、验证方案、审稿意见回复等。


送样建议

细胞液氮速冻后干冰寄送。细胞量：5 X 10^5



常见问题FAQ

Q1：SLAM‑seq 和普通 RNA‑seq 有什么区别？

普通 RNA‑seq 检测细胞内积累的成熟 RNA，反映 RNA 合成与降解达到平衡后的稳态表达水平，无法区分 RNA 是刚刚新合成，还是细胞内原本就已存在的旧 RNA。SLAM‑seq 借助 4‑硫尿苷（4sU）活细胞代谢标记，通过测序产生的 T‑C 碱基转换，直接把总 RNA 里的新生 RNA 和旧 RNA 数字区分开，既可以看新生转录输出，也可以解析 RNA 降解周转；可以把转录合成和稳态积累拆分开，不受成熟 RNA 稳态丰度的掩盖。

Q2：SLAM‑seq 和 GRO‑seq 有什么区别？

GRO‑seq 基于细胞核体外 nuclear run‑on 反应，分离细胞核之后让原本已经在延伸的 RNA 聚合酶在体外继续延伸，掺入 Br‑UTP 标记，捕获实验瞬间正在工作的聚合酶，聚焦此刻聚合酶的转录活性，擅长分析 Pol II 暂停、eRNA、瞬时转录响应。 SLAM‑seq 在活细胞内做 4sU 代谢标记，不需要分离细胞核、不需要体外转录延伸；得到的是活细胞一段时间窗口内真实合成的 RNA。Pulse 模式捕获这段时间的新生 RNA；Pulse‑Chase 模式还可以测 mRNA 半衰期。

Q3：SLAM‑seq 能检测eRNA吗？

不能。SLAM‑seq理论上有概率检测到丰度较高、标记窗口内足够稳定的 eRNA，但并不是检测 eRNA 的合适技术，常规实验条件下很难可靠、系统鉴定全基因组 eRNA。主要限制原因：eRNA 半衰期极短，很多 eRNA 转录出来后迅速降解，在 4sU 代谢标记的时间窗口内，还没积累足够分子就被降解；很难产生足够带有 T‑C 转换的 reads，信号极易淹没在背景噪声中。标准 SLAM‑seq 常搭配 Quant‑seq 3' 端建库，偏向捕获 polyA 加尾转录本；绝大多数 eRNA 没有 polyA 尾，会在建库阶段大量丢失，进一步降低检出率。SLAM‑seq 依靠 T‑C 转换来判定新生，低丰度、短转录本中，测序错误、SNP 会严重干扰 T‑C 转换的统计，假阳性、假阴性高。


Q4：SLAM‑seq 和 TT‑seq 有什么区别？

TT‑seq 同样是基于 4sU 代谢标记的新生 RNA 技术，依靠生物素‑链霉亲和素亲和纯化把标记的新生 RNA 物理抓取出来再建库测序。SLAM‑seq 不需要亲和纯化，对总 RNA 做巯基烷基化化学反应，依靠测序 T‑C 碱基转换在生物信息层面区分新生与旧 RNA。 简单理解： TT‑seq：生化富集捞取新生 RNA，只拿到标记的新生 RNA，丢失旧 RNA 信息； SLAM‑seq：总 RNA 直接测序，生信拆分新旧 RNA，一份文库同时获得新生 RNA、旧 RNA（稳态 RNA）两套数据。 优势对比：SLAM‑seq 省去亲和富集步骤，操作更简便，输入量要求更低；TT‑seq 对极短暂、极不稳定的瞬时转录本捕获有一定优势。